微生物の協力的な相互作用が多孔質環境における空間分離を促進する

Jul 11, 2023

Nature Communications volume 14、記事番号: 4226 (2023) この記事を引用

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17 オルトメトリック

メトリクスの詳細

微生物の相互作用の役割と、複雑なバイオフィルム群集を形成する基礎となるメカニズムは、ほとんど理解されていません。今回我々は、マイクロ流体チップを用いて多孔質の地下環境を表現し、自由生活細菌とバイオフィルム形成細菌の間の協力的な微生物相互作用が活発な空間分離を引き起こし、隔離された微小生息環境におけるそれぞれの優位性を促進することを示す。初期のコロニー形成中に、自由生活微生物とバイオフィルム形成微生物が混合浮遊性接種材料から分離され、周囲の流体と穀物の表面を占めます。競争による空間的排除とは対照的に、積極的な空間的分離は協力的な相互作用によって誘導され、バイオフィルムと浮遊生物の両方の個体群の適応度を向上させます。さらに、自由生活性のアルスロバクターがバイオフィルム阻害剤である D-アミノ酸を除去することによって表面定着を誘導し、バイオフィルム形成菌株によって分泌される公共財から恩恵を受けていることを示します。まとめると、我々の結果は、微生物の協力的な相互作用が、隔離された微小生息地における微生物の共存にどのように寄与し、地下バイオフィルム群集の継承を促進するかを明らかにしている。

陸地および海洋の地下には地球上の微生物の 80% 以上が生息しており、地球上の主要な微生物の生息地となっています 1,2。微生物がほとんど自由に生きている（プランクトン性）水性環境（たとえば外洋）とは異なり、地下は微生物が付着するための非常に広い表面積を提供します。表面に付着した微生物は間隙水から栄養素を隔離し、バイオフィルムと呼ばれる高密度の複数種の集合体に成長します 3,4。バイオフィルム内で多様な種が近接することにより、クオラムセンシングや相乗的代謝など、それらの間のさまざまな相互作用が促進され、群集の特性と機能が決定されます5、6、7。

過去数十年にわたり、表面下のバイオフィルム群集構造を決定する複雑な相互作用を詳しく解明するために、理論的および実験的研究が行われてきました。相互摂食パートナーなどの協力的な微生物は、バイオフィルム群集で共凝集し、相互利益を可能にすることがわかっています8、9、10。対照的に、相互に拮抗する微生物は、局所的なニッチから互いに排除し、空間的に分離する傾向があります 7,11。直接的な機能的影響に加えて、地下環境の物理的構造は、協力的遺伝子型と競合的遺伝子型の空間分布を調節することによって、生態学的安定性と機能的活動を決定する可能性があります。十分に混合された環境と比較して、構造化された条件下での空間的隔離は、競争的相互作用と協力的相互作用のバランスをとって群集を安定化します12。例えば、多孔質媒体における物理的分離により、急速なバイオフィルムの形成が体液の流れを遮断し、栄養素を競合種に向け直すため、成長の遅い種と急速に成長する競合種の共存が可能になります13,14。最近の実験では、バイオフィルムコンソーシアムの空間的分離が、クオラムセンシング信号伝達の忠実度の調整を介して代謝物の相互摂取と微生物の増殖を支配していることも実証されました15。しかし、相互作用由来の地下バイオフィルム群集に関する現在の理解は、主に二種群集に基づいています。空間的に構造化された環境において微生物の相互作用がどのようにして多様なバイオフィルム群集を形成するのかは、まだ十分に理解されていない。

ここでは、土壌細菌が自己集合して構造化された微生物群集を形成する多孔質培地におけるバイオフィルム定着プロセスを調査しました。我々は、マイクロ流体工学、16S rRNA遺伝子アンプリコン配列決定、および蛍光in situ ハイブリダイゼーション（FISH）を使用して、初期のバイオフィルム発達中に、バイオフィルム欠損種がバイオフィルム形成微生物が表面に定着するためのマイクロスケール環境を積極的に準備していることを観察しました。さらに、エキソメタボロミクス、トランスクリプトミクス、ペアワイズ相互作用解析、および遺伝子操作を実行して、種間相互作用のメカニズムを解明しました。私たちは、バイオフィルム欠損種とバイオフィルム形成種の間の相互作用が、地下環境における活発な空間分離を通じて微生物群集の継承を促進することを発見しました。

72 h) and the communities approached a steady state. ASV1 Pseudomonas and ASV2 Arthrobacter were the two most abundant Amplicon Sequence Variants (ASVs) across the entire incubation period, accounting for 76.4% of total reads (Fig. 2b). The relative abundance of these two ASVs increased concurrently in the early stage (<48 h) but varied after mature biofilm formation (Fig. 2b)./p> 1.96 interpreted as heterogenous selection. The taxonomic dissimilarity metric RC is applied for the pairwise comparisons with |βNRI| ≤ 1.96. RC values >0.95 or <−0.95 represent homogenizing dispersal or dispersal limitation, while |RC| ≤ 0.95 is interpreted as drift. The relative importance of individual processes is weighted by the relative abundance of each taxonomic groups and summed to estimate their relative importance in controlling community succession. The result reveals that the microbial community succession was driven by homogeneous selection, the relative importance of which increased from 39.5% to above 90.0% with biofilm development (Fig. 2c). At the genus level, Pseudomonas made the most prominent contribution to community succession, followed by Arthrobacter contributing more than 15% during the early stage (≤48 h) (Fig. 2d). These results demonstrate that after a temporary stochastic period (≤12 h), the microbial communities were driven by homogeneous abiotic and biotic environmental conditions and Pseudomonas and Arthrobacter were the key taxa shaping community structure./p> Ysum)./p> Ysum), strong negative (Yco < Ymin) or weak negative (Ysum ≥ Yco ≥ Ymin). b Key differentially expressed biofilm-formation related genes of ASV1 P. fluorescens in co-culture with ASV2 A. ramosus. Numbers in brackets represent the number of differentially expressed genes with the same functions. Source data are provided as a Source Data file. The interaction in ISEM conditioned by planktonic Arthrobacter (c) and biofilm-forming isolates (d). Based on the biofilm or planktonic growth in conditioned medium (Yc) and unconditioned medium (Yu), the interaction can be classified as positive (Yc ≥ Yu), weak negative (1 > Yc/Yu ≥ 0.5) or strong negative (Yc/Yu < 0.5). Source data for Fig. 3a, c are provided as a Source Data file. The measured OD600 for Fig. 3d was plotted in Supplementary Fig. 10a./p> 0.05), which suggested that Arthrobacter and biofilm-forming species didn’t exclude each other in co-culture./p>0.1% across total microbial communities in microfluidic chips) and amino acids. Only those with Spearman’s rank correlation coefficients (|r| ≥ 0.5, ***p ≤ 0.001, **p ≤ 0.01, *p ≤ 0.05) are shown. ACC, 1-Aminocyclopropane 1-carboxylic acid; Ect, Ectoine; 2-Akbt, 2-amino-3-oxobutanoic acid. c The accumulation of total amino acids in the supernatant (n = 3 chips). d The dynamics of DAA during biofilm development exhibit a V pattern (n = 3 chips). The shaded areas represent the standard deviation of three biological replicates. Source data are provided as a Source Data file./p>

0.5 were considered as “released” and those with a coefficient less than −0.5 were considered as “consumed”62. The remaining metabolites were categorized as “others”./p> Ysum). The relationship was considered as negative if the co-culture biofilm was less than or equal to the sum of the monocultures (Ysum ≥ Yco). The co-culture interaction was strong negative when Yco was less than Ymin, while a weak negative relationship was determined when Ysum ≥ Yco ≥ Ymin. To assess the effect of extracellular metabolites in social interaction, the biofilm or planktonic growth in conditioned medium (Yc) was compared with that in unconditioned medium (Yu)25. A higher biofilm or planktonic growth in conditioned medium (Yc ≥ Yu) indicated a positive interaction. The interaction was classified as weak negative when 1 > Yc/Yu ≥ 0.5. A substantial reduction in biofilm or planktonic growth (Yc/Yu < 0.5) was an indication of strong negative./p>

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